Les algues toxiques qui produisent un ensemble de composés bioactifs, peuvent s’accumuler dans les coquillages et être alors la cause d’empoisonnement chez l’homme, suite à des consommations de coquillages contaminés. La chimie, la distribution et la toxicité des toxines impliquées ont été revues de manière systématique. Ensuite, les procédures d’analyse et de gestion du risque ont été décrites pour les phycotoxines. Les cinq éléments auxquels je pense avoir contribués significativement sont les suivants : i) les méthodes d’analyse, ii) la distribution des biotoxines marines, iii) l’isolement préparatif, iv) le contrôle qualité et v) la caractérisation des dangers posés par ces produits chimiques en terme de leur lipophilicité, stabilité, réactivité et toxicité. Dans les développements méthodologiques, j’ai souligné les travaux réalisés sur la spectrométrie de masse couplée à la chromatographie en phase liquide pour la détection des toxines à la fois hydrophiles et lipophiles, en portant une attention particulière sur l’identification des paramètres critiques. Pour les toxines du groupe saxitoxines, nous avons introduit la chromatographie à interaction hydrophile et lipophile ce qui nous a permis de séparer la quasi-totalité des analogues de la saxitoxine, tout en obtenant des limites de détection similaires à celles du test souris réglementaire. La détermination des toxines lipophiles a été examinée de manière critique. Les effets de matrice observés ont été décrits systématiquement, et des recommandations ont pu être données pour éliminer ces effets ou, tout au moins, pour les réduire. La distribution géographique des azaspiracides tout le long de la côte atlantique de l’Europe a été démontrée, et des différences biogéographiques entre les souches européennes et américaines de Dinophysis ont été signalées. En Irlande, l’accumulation de toxines lipophiles des groupes de l’acide okadaïque et des azaspiracides a été démontrée avoir des taux plus élevés dans les moules (Mytilus edulis) que dans les huîtres (Crassostrea gigas), grâce à l’introduction des tests par LC-MS pour la surveillance de routine. La contamination des coquilles St Jacques (Pecten maximus) par l’acide domoïque ainsi que les causes de sa variabilité ont été étudiées dans les eaux écossaises et irlandaises. Les résultats des études ont entraîné des changements législatifs concernant la surveillance et la gestion des zones de production. La distribution des phycotoxines a également été examinée à l’aide d’échantillonneurs passifs. Grâce à ces techniques, l’existance de toxines précédemment inconnues en Irlande a pu être démontrée (dinophysistoxine-1, yessotoxine, desméthyle-spirolide C). Nous n’avons pas pu progresser sur la capacité de prédiction en utilisant des échantillonneurs passifs. Des composés appartenant au trois groupes de toxines suivants ont été isolés : azaspiracide, acide okadaïque et pecténotoxine. Des efforts spécifiques ont été dédiés aux azaspiracides. Ces efforts ont culminé avec la certification d’un étalon pour l’azaspiracide-1 et avec la découverte de huit analogues qui n’ont pas été répertoriés auparavant. Cette découverte résulte dans un nombre total de vingt analogues connus pour ce groupe de toxines. La dinophysistoxine-2 a été isolée avec une pureté suffisamment satisfaisante pour permettre l’approfondissement des connaissances toxicologiques ainsi que pour la production d’un étalon actuellement en voie de certification au Conseil National de la Recherche Scientifique du Canada. L’isolement préparatif des acyl-esters de la seco-acide de la pecténotoxine-2 a nettement clarifié le métabolisme de cette toxine dans les moules (M. edulis) ainsi que la complexité des dérivés naturels. Des matériaux de référence basés sur les tissus de coquillages ont été préparés et les facteurs affectant leur homogénéité ainsi que leur stabilité ont été élucidés. Ces matériaux se sont avérés appropriés pour une utilisation dans la validation intra- et inter-laboratoire, pour des essais d’aptitude ainsi que pour la certification selon les guides de l’organisation internationale de standardisation. Deux matériaux ont été produits pour la certification : un tissu humide naturellement contaminé avec les azaspiracides ainsi qu’un tissus de moules lyophilisé contaminé avec de multiples groupes de toxine. Les essais d’aptitude ont été introduit pour l’acide domoïque, l’acide okadaïque, les azaspiracides et les saxitoxines. L’utilisation des techniques de chromatographie liquide couplée aux détecteurs à ultraviolet et à spectrométrie de masse a montré que ces deux techniques sont équivalentes pour l’acide domoïque. Des essais immunologiques ont été comparés à la chromatographie liquide couplée aux détecteurs à ultraviolet et à spectrométrie de masse pour l’acide domoïque et l’acide okadaïque. La performance du test souris lipophile a été évaluée et comparée à une méthode validée en interne et basée sur la chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse, prouvant ainsi que ces deux techniques peuvent être utilisées pour la détection des azaspiracides à la limite de la norme actuelle de 160 µg kg-1. Néanmoins, le test souris a ses limites et il ne peut détecter des concentrations plus faibles. Ainsi il n’est pas approprié à une utilisation dans le cadre d’un contrôle officiel des produits car il n’est pas capable de prendre en compte les changements de concentration en azaspiracides durant les traitements par la chaleur, tel que la cuisson des moules. Les constantes d’acidité et de lipophilicité de certains composés lipophiles ont été déterminées en utilisant l’approche chromatographique. De plus, la stabilité et la réactivité de certains composés ont pu être élucidées. Les azaspiracides apparaissent plus sensibles aux traitements alcalins et acides. L’azaspiracide-3 s’est également montré plus sensible à la chaleur que deux de ses analogues (l’azaspiracide-1 et –2). L’acide okadaïque s’est rapidement dégradé sous l’influence d’acides forts si des solutions méthanoliques ont été chauffées. Il apparaît que les traitements des moules par la chaleur engendrent des augmentations très significatives des concentrations de toxines lipophiles, ce qui suggère que les producteurs de coquillages doivent prendre en compte ces effets dans leurs plans de contrôle des points critiques en identifiant les dangers et en effectuant des autocontrôles durant la production. La toxicité de la dinophysistoxine-2 s’est avérée moindre d’un facteur deux par rapport à la toxicité de l’acide okadaïque. La toxicité de l’azaspiracide-1 a été examinée à l’échelle cellulaire et moléculaire. La cytotoxicité, le potentiel tératogène et les effets sur la régulation des gènes ont pu être examinés. Le mécanisme d’action n’a pas été élucidé de manière définitive, néanmoins des résultats préliminaires suggèrent que la biosynthèse des lipides ainsi que les voies de guérison des plaies sont affectées par ce groupe de toxines.

Toxic algae producing an array of bioactive compounds may accumulate in shellfish, which in turn cause poisoning, following human consumption of contaminated shellfish. The chemistry, occurrence and toxicity of the toxins involved was reviewed. Following this review, the risk analysis and management processes are outlined for the production of shellfish. Subsequent sections describe five elements of risk characterisation to which my studies have significantly contributed: methods of analysis, distribution of toxins in the marine environment, preparative isolation of toxins, quality control tools in the determination of the toxins and characterisation of the chemical hazard in terms of lipophilicity, stability, reactivity and toxicity. The use of liquid chromatography coupled to mass spectrometry for the detection of both hydrophilic and lipophilic toxins is outlined, with emphasis on the contributions clarifiying critical parameters. For STX-group toxins, hydrophilic-lipophilic interaction chromatography has been introduced and demonstrated to achieve similar detection limits to the current regulatory bioassay, while providing a wealth of additional information in terms of toxin profiles. The determination of lipophilic toxins was critically evaluated. Matrix effects are systematically described and recommendations for their elimination or reduction are given. The geographical distribution of AZAs has been shown to extend all along the Atlantic coast of Europe, and the biogeographic differences between European and a North American strain of Dinophysis were elucidated. Mussels were shown to accumulate higher levels of AZA- and OA-group toxins than oysters through the introduction of routine monitoring of lipophilic shellfish toxins by LC-MS in Ireland. The contamination of scallops with DA and the causes of its variability were studied in Scotland and Ireland, with results contributing to legislation implemented. The distribution of shellfish toxins was also studied using passive sampling techniques. Thanks to these techniques, the existence of toxins previously unreported in Ireland was demonstrated (DTX1, YTX, SPX). The capability of predicting the occurrence of shellfish toxins using passive samplers was not confirmed in our studies. Compounds from three different toxin groups were isolated in the studies described: AZA, OA and PTX-group. Particular efforts were dedicated to the isolation of AZAs; these efforts have culminated in the production of a certified calibrant for AZA1 and in the discovery of 8 previously unknown analogues of AZAs, bringing the total number of analogues known to 20. DTX2 has been isolated to satisfactory purity, thus allowing further toxicological evaluation as well as the production of a standard currently undergoing certification at NRCC. The isolation of PTX2sa-fatty acid esters has outlined the complexity of natural products in shellfish. Shellfish tissue reference materials were prepared, and factors affecting their homogeneity and stability were clarified. The materials were fit for in-house validation of methods, interlaboratory method validation, proficiency testing and certification. Two materials have been prepared for certification: an AZA-contaminated wet mussel material and a multitoxin-contaminated freeze-dried mussel tissue. Proficiency testing was introduced for DA-, OA-, AZA- and STX-group toxins. The applicability of LC-UV and –MS was demonstrated for the determination of DA. Immunoassays were compared to LC-methods for both DA- and OA-group toxins. The MBA was compared to an in-house validated LC-MS method for AZA-group toxins demonstrating that both were applicable for the current regulatory limit. The MBA has grave limitations as it cannot detect lower levels and is thus not fit-for-purpose, considering the transformation of AZAs observed in mussels following heat-treatments. The acidity and lipophilicity constants of lipophilic shellfish toxins have been determined chromatographically. AZAs have been shown to be sensitive to alkaline and acidic treatments. AZA3 was also shown to be more sensitive to heat treatments than AZA1 and –2. OA was shown to degrade rapidly under the influence of strong acids. The heat treatments of mussels appear to affect the concentrations of AZA- and OA-group toxins, suggesting that the increase in concentrations need to be taken into account by shellfish producers in their HACCP plans. The toxicity of DTX2 was shown to be approximatevely half that of OA. The toxicity of AZA1 was investigated at cellular and molecular level. Cytotoxicity, teratogenicity and effects on gene regulation were investigated. The mechanism of action has not been completely elucidated, however, indicative results of gene-chip experiments suggest that lipid-biosynthesis and wound-healing pathways are affected by this toxin group.